中科院理化所王树涛研究员AM：新型“纤毛结构”脂质滴：突破肝癌栓塞治疗瓶颈，实现长效物理栓塞

肝癌栓塞疗法的困境

肝细胞癌（HCC）是全球最致命的恶性肿瘤之一，对于无法手术切除的患者，经动脉栓塞（TAE）是一种微创且有效的治疗手段。然而，传统TAE疗法面临一个核心瓶颈：无论是常用的固体微球还是碘油乳液，都因缺乏足够的界面粘附力和粘弹性变形能力，导致栓塞不彻底、不稳定，易发生血管再通和肿瘤复发。临床上，约60%的患者在接受传统栓塞治疗后会出现复发，这严重制约了TAE疗法的长期疗效和广泛应用。如何设计一种能牢固粘附于血管壁并适应复杂血管网络的栓塞剂，成为了该领域亟待攻克的关键难题。

仿生“纤毛”设计赋予液滴强大锚定力

受生物界面纳米结构（如纤毛）通过纳米互锁效应增强粘附的启发，中国科学院理化技术研究所王树涛研究员、中国科学院高能物理研究所谷战军研究员和中国医科大学附属第一医院邵海波教授合作，创新性地设计了一种“纤毛结构化脂质（CS-脂质）液滴”。该液滴通过具有双不对称性（表面形貌与润湿性）的Janus纤毛微粒在碘油-水界面的自组装构建而成。其独特的“纤毛”外壳不仅能通过纳米互锁效应将液滴牢牢锚定在血管内皮细胞和相邻液滴上，还赋予了液滴优异的粘弹性变形能力。该材料在多种体内外模型中均展现了远超商用栓塞剂的栓塞效率和长期稳定性，并在兔原位肝癌模型中实现了仅通过物理栓塞即诱导肿瘤体积显著缩小的卓越疗效。相关论文以“Cilia-Structured Lipiodol Droplets Enable Long-Term Transarterial Embolization Therapy by Nano-Interlocking Adhesion”为题，发表在Advanced Materials

上。

示意图1.纤毛结构化脂质（CS-脂质）液滴用于高效、长效经动脉栓塞（TAE）治疗。CS-脂质液滴通过在碘油-水界面自组装具有纳米形貌和润湿性双不对称性的Janus纤毛微粒（Janus Cilia-MPs）制备而成。基于纤毛介导的纳米互锁效应和Pickering-like结构，这些液滴具有强的界面粘附力和卓越的粘弹性变形能力，优于商用栓塞剂如固体微球和碘油乳液，从而有效促进肝细胞癌（HCC）治疗。

从精准构建到长效栓塞的完整证据链

研究人员首先通过微流控芯片内的相分离与纤毛生长过程，一步法合成了尺寸均一的Janus纤毛微粒（图1a）。这些微粒呈现明显的双不对称性：半球表面覆盖着亲水的纤毛纳米结构，而另一半则是疏水的光滑表面。扫描电镜（图1b）和能谱分析清晰地验证了这一形貌与化学组成的差异。当这种微粒与碘油共同剪切时，它们能自发地锚定在碘油-水界面，形成类似Pickering乳液的“纤毛结构化脂质（CS-脂质）液滴”（图1c-d）。荧光显微镜（图1e-f）和冷冻扫描电镜（图1h-i）证实，微粒的疏水平面半球嵌入碘油内核，而亲水的纤毛结构半球则向外伸展，均匀地覆盖在液滴表面，成功将纤毛纳米结构“移植”到了动态的液滴界面。通过调节搅拌速度、油水比和微粒浓度，液滴的直径可在约60微米至350微米范围内精确调控（图1j-l），以满足临床对不同尺寸血管栓塞的需求。此外，该液滴还展现了良好的稳定性、可放大生产性、生物相容性以及载药和磁操控的潜力。

图1.CS-脂质液滴的制备与表征。(a) 在十字形微流控芯片中，Janus纤毛微粒相分离和纤毛生长过程的示意图。(b) Janus纤毛微粒的扫描电镜图像，显示其均一的粒径和不对称形貌，包括纤毛结构化半球和光滑半球。(c) 通过在碘油-水界面自组装Janus纤毛微粒制备CS-脂质液滴的流程示意图。(d) CS-脂质液滴的照片。(e) CS-脂质液滴的荧光图像，显示其被尼罗红标记的Janus纤毛微粒紧密包围。(f) 单个CS-脂质液滴的荧光图像，由香豆素标记的碘油核心（绿色）和Janus纤毛微粒壳层（红色）组成。(g) CS-脂质液滴的粒径分布。(h) CS-脂质液滴的冷冻扫描电镜图像，显示其表面密集包裹的Janus纤毛微粒，亲水性纤毛结构化半球向外突出。(i) PS-脂质液滴的冷冻扫描电镜图像，显示相似的Pickering-like结构但表面无纤毛纳米结构。(j–l) 分别通过调节搅拌速度、碘油与悬浮液比例以及Janus纤毛微粒浓度来控制CS-脂质液滴的尺寸。数据以平均值±SD表示。

为探究纤毛结构增强粘附的物理机制，研究团队利用原子力显微镜进行了精密测量。结果显示，带有纤毛结构的微粒与血管内皮细胞之间的粘附力是光滑微粒的2.6倍（图2a），而纤毛微粒之间的粘附力更是高达光滑微粒的7.6倍（图2b）。在力-距离曲线中，纤毛介导的粘附呈现出显著延长的分离距离和更大的滞后环（图2c-e），这表明在分离过程中，纤毛与细胞伪足或其他纤毛之间发生了多重的、逐步脱粘的纳米互锁作用，而非光滑表面的瞬间脱离。扫描电镜图像直观地显示，纤毛结构确实与细胞表面的伪足以及相邻微粒的纤毛发生了物理性的相互缠绕（图2f），这从微观层面解释了其卓越粘附性能的来源。

图2.纤毛介导的纳米互锁粘附。(a) 通过AFM测量的纤毛-细胞和光滑-细胞粘附力。(b) 纤毛-纤毛和光滑-光滑粘附力。(c) 纤毛-细胞、光滑-细胞、纤毛-纤毛和光滑-光滑粘附的代表性力-距离曲线。(d) 这四种粘附的粘附功，以回缩曲线和接近曲线之间的面积量化。(e) 这四种粘附的最大分离距离。(f) 显示这四种粘附界面的扫描电镜图像。红色，HUVECs；蓝色，微粒。纤毛纳米结构与细胞伪足及其他纤毛结构相互缠绕，从而增强机械纳米互锁以实现卓越的粘附。数据以平均值±SD表示；组间比较采用Student's t检验（a, b, d, e）。****p < 0.0001。

除了强大的粘附力，有效的栓塞还要求材料能变形以适应复杂的血管分叉。CS-脂质液滴展现出优异的粘弹性变形能力。在通过一个“宽-窄-宽”的玻璃毛细管时，液滴能像红细胞一样从球形临时变形为椭球形，通过狭窄喉部后迅速恢复原状（图3a-b）。流变学测试表明，CS-脂质液滴具有剪切变稀的特性便于注射，并表现出类固体的粘弹行为，这保证了其在血流冲刷下的形态稳定性（图3c-d）。在模拟血管的微流控芯片实验中，CS-脂质液滴不仅能牢固地堵塞直线通道，且在存在内皮细胞时，其抗冲刷脱落的能力远强于对照品（图3f-h）。在分叉通道模型中，凭借其变形能力，CS-脂质液滴成功进入了直径仅50微米的远端分支，实现了近90%的通道面积栓塞，而刚性的固体微球则完全无法进入（图3i-k）。在离体的大鼠肝脏灌注模型中，CS-脂质液滴同样展现出了更深的远端血管穿透能力和更大的栓塞面积，而碘油乳液则发生融合并泄漏（图3l-n）。

图3.CS-脂质液滴的粘弹性变形能力及体外栓塞性能。(a) 序列显微镜图像显示一个CS-脂质液滴通过玻璃毛细管（内径：300 µm入口，80 µm喉部，300 µm出口；长度：10 cm）。红色箭头表示液滴运动方向。比例尺：100 µm。(b) CS-脂质液滴通过同一毛细管时的长宽比。(c) 不同栓塞剂的粘度。(d) 不同栓塞剂的储能模量（G′）和损耗模量（G″）。(e) 不同直径CS-脂质液滴的注射力，均低于10 N，证实其经导管注射的可行性。(f) 在预先种植HUVECs的直线形微流控通道中栓塞的示意图。黑色箭头表示流动方向。(g) 冲脱不同栓塞剂所需的破坏力。(h) 冲脱后残留栓塞剂的荧光强度（F.I.）。(i) 不同栓塞剂在分支形微流控通道一个连接处的荧光图像。尼罗红：栓塞剂。比例尺：200 µm。(j) 不同栓塞剂在分支形通道中的栓塞面积百分比。(k) 不同栓塞剂在分支形通道中的空隙率。(l) 在光学透明化大鼠肝脏模型中栓塞的示意图。(m) 不同栓塞剂在透明化肝脏中的荧光图像。红色：栓塞剂；绿色：血管。比例尺：200 µm。(n) 不同栓塞剂在大鼠肝脏中的栓塞面积百分比。数据以平均值±SD表示；组间比较采用Student's t检验（b, e, g, h, j, k, n）和单因素方差分析（c, d）。NS，不显著（p > 0.05）；p < 0.05；p < 0.01；p < 0.001；****p < 0.0001。

在活体兔肾栓塞模型中，数字减影血管造影（DSA）显示，CS-脂质液滴在栓塞后14天仍能维持高效的血管闭塞（图4b），其栓塞率显著高于PS-脂质液滴组、商用Embospheres微球组和碘油乳液组（图4c）。组织学分析也证实，CS-脂质液滴栓塞的肾组织出现了广泛的细胞核消失和组织坏死（图4d-e）。在局部栓塞实验中，得益于碘油核心的固有X射线不透性，通过CT可长期追踪液滴的体内存留（图4f-g）。35天后，CS-脂质液滴组的信号保留率是普通平面结构脂质（PS-脂质）液滴组的2.1倍（图4h），证明了纤毛互锁效应赋予了液滴极强的抗冲刷和长期稳定栓塞能力。

图4.CS-脂质液滴在兔肾脏模型中的长期栓塞性能。(a) 实验时间线示意图。在DSA引导下进行TAE，通过CT和DSA监测肾脏进展，然后进行组织病理学分析。(b) 栓塞后第0天和第14天，左右肾脏的DSA图像。白色圆圈区域表示被栓塞的肾脏位置。(c) 通过DSA图像灰度值量化的肾脏栓塞率，显示CS-脂质液滴在14天内的长期血管闭塞，栓塞率显著高于PS-脂质液滴组、商用Embospheres微球组和碘油乳液组。(d) 不同栓塞剂处理的栓塞肾脏的代表性H&E图像。比例尺：100 µm。(e) 基于H&E图像的肾组织细胞核计数。(f) 局部肾脏栓塞的示意图和DSA图像。白色圆圈区域表示局部栓塞位置。(g) 局部栓塞前后肾脏的DSA图像。白色箭头表示栓塞区域。(h) 通过CT值量化的CS-脂质和PS-脂质液滴在局部栓塞肾脏中的保留率，CS-脂质液滴组的信号保留率是PS-脂质液滴组的2.1倍。数据以平均值±SD表示；组间比较采用Student's t检验（c, e, h）和单因素方差分析（c）。NS，不显著（p > 0.05）；p < 0.01；p < 0.001；***p < 0.0001。

最终，研究人员在更接近临床的兔原位肝癌模型中验证了CS-脂质液滴的治疗效果。在DSA引导下，液滴被精准递送至肿瘤供血动脉（图5b）。术后CT和3D虚拟现实重建显示，CS-脂质液滴在肿瘤内沉积均匀且存留稳定（图5c-d）。最关键的是，在为期14天的观察中，只有CS-脂质液滴治疗组的肿瘤体积出现了缩小（相对减少17.28%），而其他所有治疗组（包括PS-脂质、微球和纯碘油）的肿瘤均继续生长（图5e-g）。Kaplan-Meier生存曲线也显示，CS-脂质液滴组兔的中位生存期延长至约40天（图5i），且治疗期间各组动物体重均无显著变化（图5h）。病理学分析进一步揭示了其疗效机制：CS-脂质液滴处理的肿瘤组织内，呈现出广泛的凝固性坏死——细胞核几乎消失（图6a-b）；大量凋亡细胞——TUNEL阳性信号显著增强（图6c-d）；极低的细胞增殖活性（Ki67染色）；以及血管内皮标志物（CD31/CD34）表达的显著下降（图6e-g），表明其通过持久、彻底的物理性血管闭塞，有效地阻断了肿瘤的营养供给，从而抑制了血管生成并杀死了肿瘤细胞。

图5.CS-脂质液滴在兔肝癌模型中的TAE治疗。(a) 兔肝癌模型的时间线。在异位VX2肿瘤生长14天后，在DSA下进行TAE，随后在第0、3、7和14天通过CT和MRI监测肿瘤进展，第15天进行组织病理学检查。(b) 不同栓塞剂处理的肝脏肿瘤术前和术后DSA图像，血管由造影剂（碘克沙醇）描绘。圆圈区域表示肿瘤位置。(c) 无碘克沙醇描绘的肿瘤DSA图像，显示不同栓塞剂的肿瘤可视性。红色箭头表示肿瘤位置。(d) 第0天和第14天不同栓塞剂处理的肿瘤的CT和3D VR图像。CS-脂质液滴在第14天仍维持瘤内放射不透明性。红色箭头表示肿瘤位置。比例尺：1 cm。(e) 第0天和第14天不同栓塞剂处理的肿瘤的MRI图像，以及第15天切除肿瘤的照片。黄色虚线勾勒肿瘤边界。比例尺：1 cm。(f) 不同栓塞剂处理的肿瘤体积变化曲线。(g) 第14天不同栓塞剂处理的肿瘤体积变化。(h) TAE治疗期间兔的体重变化，各组均无显著变化，表明栓塞剂未引起异常行为或不良反应。(i) 不同栓塞剂处理的荷瘤兔的Kaplan-Meier生存曲线，CS-脂质液滴组中位生存期延长至约40天。数据以平均值±SD表示；组间比较采用Student's t检验（g）。NS，不显著（p > 0.05）；p < 0.05；***p < 0.0001。

图6.肝癌组织的病理学分析。(a) 不同栓塞剂处理的肿瘤的代表性H&E图像，显示CS-脂质组细胞核极少且细胞质基质保留。(b) 基于H&E图像的细胞核密度。CS-脂质液滴因其优越的栓塞性能在肿瘤内诱导了最低的细胞核密度。(c) 不同栓塞剂处理的肿瘤的TUNEL荧光图像，显示CS-脂质组红色荧光凋亡信号显著增加。红色箭头标记凋亡信号。(d) 基于TUNEL荧光图像的TUNEL阳性细胞密度。(e) 内皮标志物CD31和CD34的免疫组化（IHC）图像。CS-脂质液滴处理的肿瘤组织显示棕色染色的内皮细胞减少。红色箭头标记内皮信号。(f) 基于IHC图像的不同栓塞剂处理肿瘤的CD31+和CD34+细胞比例。(g) 基于IHC图像的与CD31+和CD34+血管相关的血管周围细胞核计数。CS-脂质液滴处理的肿瘤表现出最低的内皮细胞和血管周围细胞核，表明强烈的血管耗竭和血管生成抑制。数据以平均值±SD表示；组间比较采用Student's t检验（b, d, f, g）。NS，不显著（p > 0.05）；p < 0.05；**p < 0.01；***p < 0.0001。

总结与展望

本研究通过巧妙的仿生设计，利用Janus微粒在油水界面的自组装，成功开发了一种集强界面粘附、优异变形性、精准成像和长期稳定性于一体的CS-脂质液滴栓塞剂。该材料克服了传统液体栓塞剂易融合冲刷和固体微球无法进入远端血管的固有缺陷。在兔肝癌模型中，仅靠物理栓塞就实现了肿瘤体积的显著缩小，展现了其作为下一代高性能栓塞平台的巨大潜力。该策略不仅为肝癌栓塞治疗提供了新的有力工具，其“固-液”复合的可设计理念也为治疗其他富血供肿瘤（如肺癌、肾癌、子宫肌瘤等）以及开发多功能诊疗一体化平台开辟了新的途径。